实验方法
实验动物麻醉监护
(一)麻醉深度判定
全身麻醉时，动物的中枢神经系统受到抑制，呼吸、循环和代谢等生理功能有不同程度改变，抑制过深时对动物生理状态干扰大甚至容易导致死亡，过浅则动物容易苏醒，麻醉深度监测是全身麻醉中的重要技术。临床上描述全麻深度，是以乙醚吸入产生的临床表现为依据，主要从呼吸、眼球、瞳孔、血压、肌肉紧张程度等变化来判断，见表3-1-14。
由于实验动物种属差异的存在，根据上述指标对实验动物麻醉分期较困难，且这些指标还会因手术中的刺激、血气变化、酸碱失衡、失血等因素受到干扰。为此，根据实验动物全麻由浅入深的特点将麻醉过程大致分为4期，见表3-1-15。
为便于实际应用，对全麻深度进一步细分，如表3-1-16所示。
(二)体位监护
使麻醉中的动物保持合适的体位，不仅要满足实验操作(如手术)的要求，也要避免干扰动物躯体系统的功能，特别应注意使头和颈部保持舒展，以免舌或者软腭阻塞喉部。捆扎保定动物四肢时，应避免牵拉力度过大导致四肢张力过高干扰呼吸运动，捆扎宜适度宽松，以免引起四肢组织损伤和水肿。用弹性绷带包扎腹部时需避免干扰横膈运动、阻碍腰背部及腹部内脏静脉回流。在使用了气管内插管的研究中，如需改变动物体位，特别应防止气管导管的脱落或扭结。
(三)呼吸监护
一些麻醉药物可能抑制动物的自主呼吸，一些实验操作如气管内插管或分离颈部神经、血管等可引起反射性呼吸抑制，因此必须进行呼吸监测以及时发现动物呼吸功能的异常改变。常用的呼吸功能监测指标及其意义如下：
呼吸频率：监测呼吸频率的变化，发现呼吸暂停。
潮气量：评价呼吸幅度。
每分钟通气量：评价呼吸幅度。
脉搏血氧饱和度：监测缺氧状况，及时发现低氧血症(可由呼吸抑制、气道阻塞或麻醉设备故障引起)。
潮气末二氧化碳浓度：反映肺泡内气体的二氧化碳浓度，浓度异常可由呼吸抑制或设备原因导致吸入新鲜空气不足引起。
血气分析：反映肺内气体交换状况。
机械通气是控制麻醉动物呼吸的重要手段，实现机械通气的设备即呼吸机，其原理是使气道内保持间歇正压从而控制动物肺部通气状况。潮气量和呼吸频率是机械通气的两个重要参数，选择呼吸机时最重要的依据是呼吸机最小潮气量适用于所研究的动物，使用时需选择合适的呼吸频率，通常略低于动物清醒状态下的静息呼吸频率。常见的实验动物机械通气潮气量一般设为10～15ml/kg，呼吸频率设置参见表3-1-17。
(四)体温监护
长时麻醉中，动物的体温控制机制受到抑制导致体温降低，可影响多项生理功能、降低动物术后存活率、延长麻醉后恢复时间，如低体温使挥发性麻醉剂效能相应增加而延长苏醒时间，是麻醉死亡的常见原因，小型实验动物因单位体重体表面积较大，丢失热量快，更容易出现体温过低现象，如小鼠麻醉后10～15分钟体温可降低10℃，此外，术前备皮时去除动物保暖的被毛、使用冷的消毒剂、术中内脏暴露、静脉注入冷的液体等均可使动物体温降低，故麻醉中需进行体温监护，实施适当保温和加温。
保温是指采取一定的措施减少动物热量丢失，如以棉毛织物、泡沫等隔热材料包裹动物，在大鼠和小鼠由于尾部是其主要散热器官，保温时应将尾部也包裹起来。加热是指采用一定措施升高动物体温以弥补麻醉和操作中的热量丢失，常用恒温加热毯或者加热灯，应控制加热幅度，防止温度过高，一般不能超过40℃，或使用具有温控功能的动物手术台。
实验中常通过监测动物直肠温度获取其深部体温，但当温度探头正好置于粪便中时会降低探头对体温的反应的灵敏度，为此可在食管内放置探头，为避免上呼吸道呼吸气体的冷却作用，应将探头放入食管较深处。测量体表温度也具有一定价值，由于健康的麻醉动物外周体温和中心体位间差值常在2～3℃，故差值增大提示外周动脉收缩，应查找可能原因并予以纠正。
(五)心血管系统监护
大多数麻醉药物对心血管系统有抑制作用，过量使用常引起心率和心肌收缩力下降，导致心力衰竭，此外还可能发生心律失常，高碳酸血症、低血容量也可引起心力衰竭，严重低体温(中心体温近25℃)可引发心脏停搏。常用心电图(ECG)监测心脏电生理活动，对于心率较快(超过250次/分)的小型实验动物，应使用专门的心电图仪以确保测量准确。电极放置位置在啮齿类为左、右前肢和右后肢，较大的动物可将电极粘贴于皮肤。血压的监测主要包括体循环动脉压和中心静脉压，根据实验条件选择有创或无创血压测量仪。
(六)体液循环监护
由于体液丢失而导致的低血容量是实验动物手术中液体失衡的主要问题。引起术中体液丢失的原因有失血、呼吸蒸发、内脏暴露挥发等，手术中的失血是逐渐发展的，难以精确估计血容量的减少，如血液渗入外科切口、体内腔隙、外科敷料等的丢失量都无法计算。低血容量是引起心力衰竭的首要原因，一个健康的清醒动物可耐受快速丢失循环血量的上限是10％，超过15％～20％即可能出现低血容量和失血性休克。麻醉中，许多维持心血管稳定的生理机制被抑制，因此低于这个范围的失血也可能产生严重后果。
当动物丢失血量超过循环血量20％～25％时应立即补充全血，所需血液可从同种动物身上取得，以减少输血反应，使用同一供体的血液比使用多个供体血液引起输血反应的危险性小，使用同品系啮齿类动物时更加安全，全血补充速度按每30～60分钟补充全血容量的10％。失血不严重或体液丢失较少时，可通过输入扩容剂或晶体盐溶液来纠正，晶体盐溶液输入量为估计失血量的3～5倍，因为这些晶体液进入体内后在细胞外液重新分布，而不像血液、血浆或代血浆那样长时间保留在循环系统内。常规以10ml/(kg·h)的量输入0.9％氯化钠溶液，小型动物静脉内输液有困难时，可采用腹腔内注入加热的0.1％氯化钠溶液补充术中失血，皮下注射0.18％氯化钠和4％右旋糖酐补充术中失水和预期术后缺水，补液量为10～15ml/kg，但这些方法由于吸收较慢而不能立即纠正心力衰竭。
(七)眼角膜保护
全身麻醉状态下动物的眼保护性反射通常都会消失，眼角膜因此易干燥或受到其他损伤，应用小块胶布将眼睑粘住使之闭合，或者使用油性眼膏。
