1. 大鼠、小鼠的断头采血

(1)准备好试管并编号,置试管架内。根据实验需要可选用1%肝素钠溶液0.ml或0.2%乙二胶四乙酸二钠(EDTA-Na)0.1ml作抗凝剂。

(2)戴上棉纱手套,用左手拇指和食指捉持鼠的头部,以手掌握住动物的身体及双前肢,抓牢动物将鼠颈部朝下。

(3)右手持剪刀快速剪断鼠颈,使血液滴人事先准备好的试管内。

断头法可采集较多的血,类似的实验要求还可以采用心脏采血,即将大小鼠麻醉、仰卧固定在固定板上,并剪去胸前区部位的被毛,用腆酒、酒精消毒皮肤,在左侧第3～4肋间,用左手食指摸到心博处,右手持带有4～5#针头的注射器,选择动物心脏跳到最强处穿刺。当针直接剌人心脏时,血液由于心脏搏动的力量而自动进入注射器。如第一次没有刺准,将针头抽出重刺,以免损伤实验动物心、肺,同时要缓慢而稳定地抽吸,否则太多的真空反而使心脏塌陷而无法抽出血液。

注意:在不影响实验检测结果的前提下,应尽量考虑动物福利条件,如在动物麻醉状态下实施动物血的采取,下同。

2. 大鼠、小鼠的断尾采血

(1)准备离心管并编号,置试管架中,根据实验需要可选用1%肝素钠溶液或0.2%的EDTA-Na0.1ml作抗凝剂,按相应的SOP进行操作。

(2)将动物装入鼠筒内固定,露出鼠尾。

(3)用酒精棉球涂擦鼠尾或用温水(45～50 ℃)加温鼠尾,使鼠的尾静脉充分充血后擦干 

(4)用剪刀剪去尾尖(大鼠 5～lOmm,小鼠3～5mm)。

(5)从尾根部向尖端按摩,血自尾尖流出,用试管接住。

(6)取完血后,用电烧灼器灼鼠尾止血。

3. 大鼠、小鼠的颈动脉采血

(1)按相应实验要求准备好试管或离心管。

(2)将已麻醉的大鼠仰卧放在操作台上或固定于鼠固定板上。

(3)剪去颈部皮肤。

(4)按相应的SOP作颈动脉分离术,使颈动脉暴露。

(5)用眼科镊子挑起颈动脉,分离固定后,用手术剪剪断血管,然后一手拿住鼠头,另一手握住鼠身,将聚集在鼠颈部的血液倒入离心管中 , 或用洁净、干燥的无针头注射器吸取流出的血液。

(6)也可以真空采血针管直接刺入向心段动脉,吸出所需量的血液。

4.大鼠、小鼠的眼眶后静脉丛采血

(1)外购抗凝或不抗凝的硬质毛细玻璃定量采血管(φ0.5～1.Omm）。

(2)按相应的SOP抓取并将鼠放在鼠笼面边缘,左手抓住鼠耳和头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫头部两侧,使头部静脉血液回流困难,眼球充分外突。

(3)右手持定量采血毛细玻璃管,将其尖端插入眼险和眼球内毗之间,轻轻向眼底部分移动(深约 4～5mm到达眼眶静脉丛 )。

(4)血液自然进入吸管内,在得到所需的血量后,除去颈部压力,同时抽出吸管。

(5)将吸管内的血滴入事先准备好的容器中,根据实验需要,可在数分钟后在同一穿刺孔重复取血。

为防止术后穿刺出血,采血后立即用消毒纱布压迫眼球3Os。左右眼可交替采血,间隔3～7d 采血部位大致可以修复。

若技术熟练,手法得当,20～30g的小鼠一次采血可达0.2～0.3 ml时,大鼠在0.5ml以上。

5. 大鼠、小鼠的摘眼球采血

本法采集的血液为眶静脉和眶动脉的混合血,当需要采集大量血液时常用。 该法可避免断头取血因组织液混入所导致的溶血现象。此法采血量多于断头法,但该方法容易导致动物死亡。一般可采集小鼠体重的 4%～5% 的血液量。

(1)准备好洁净、干燥的试管并编号,置于试管架中(如需用抗凝剂 , 可按相应的SOP1%肝素钠溶液或0.2%乙二胶四乙酸二钠) 。

(2)戴上棉纱手套,左手持鼠,拇指和食指尽量将鼠头皮肤捏紧,取稍侧部位,左手拇指尽量动物眼周围皮肤往眼后压,使动物眼球突出充血。

(3)右手持弯曲镊子或止血钳,钳夹一侧突出的眼球后部,将眼球迅速摘除。

(4)将鼠倒置,头部向下,使摘眼球侧对向试管,眼眶内很快流出血液,将血滴入预先准备试管内,直到流完,采血后立即用消毒纱布压迫止血,把动物放回笼中恢复饲养与管理。 

6. 大鼠的腹主动脉采血

(1)按相应的试验要求准备好试管或离心管。

(2)将大鼠按相应的SOP麻醉并仰卧固定在操作台上。

(3)常规消毒后剪开腹部皮肤和肌肉,暴露并分离腹主动脉。

(4)持5ml一次性注射器或真空采血针管,将针头沿动脉向心方向刺人血管,抽取所需的血液。

(5)去掉针头后将血推进事先准备好的试管/离心管内。