实验动物的麻醉是指通过使用药物使动物产生制动、镇静和镇痛，以利于进行实验，并保证动物安全，以获得精确可靠的实验结果。同时，实施麻醉还可以使操作人员免受性情凶暴动物的伤害。麻醉也是对动物进行保护所必须采取的措施。

一、麻醉方法

由于实验动物难以合作，实验外科常采用全身麻醉，通过使用吸入或静脉麻醉药、肌肉松弛药和镇痛药等多种药物，以达到完全制动和有效镇痛的目的。全身麻醉按照给药途径不同，分为静脉全身麻醉、吸入全身麻醉、腹腔全身麻醉、肌肉全身麻醉和复合全身麻醉。

1．静脉全身麻醉

静脉全身麻醉具有操作用具和操作技术简单、麻醉诱导平稳、术中易于管理的优点，故广泛用于实验外科的动物麻醉。

2．腹腔注射全身麻醉

腹腔注射简单易行，使实验动物常用的全麻给药途径之一，尤以兔、鼠等小动物使用最多。穿刺方法为先将动物制动，腹面向上，穿刺部位约在腹部后1／3处略靠外侧，注射针头刺入皮下后，以45⁰角穿过腹肌，出现阻力突然减弱后，固定针头，回吸无任何液体或气体吸出，即可缓慢注入药液。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部白线外1cm处，为避免伤及内脏，可使实验动物处于头低位，使内脏移向上腹部。

3．吸入全身麻醉

吸入全身麻醉是指将挥发性麻醉剂或麻醉气体，经由实验动物呼吸道吸入体内，从而产生麻醉效果的方法。因实验动物不易合作，一般以静脉诱导或基础麻醉后，用吸入全身麻醉维持麻醉状态。专用麻醉机和其他相关设备装置较少生产，一般以临床各型麻醉机代替，多用于狗、猪、羊、猴类等体形较大的实验动物。鼠类等小型动物可用特制的麻醉箱，输入麻醉气体和氧气，能同时麻醉成批的实验动物，但只适用于短小手术，因开箱和排气污染环境，缺点较多。

4．肌肉全身麻醉

操作用具和操作技术简单，术中易于管理。但麻醉效果不稳定，依手术需要常与其他方法结合应用。

5．复合全身麻醉

由于静脉和吸入全麻药物的种类日渐增多，以及麻醉技术的日益完善，单一静脉麻醉药实施麻醉的方法日趋减少，现今以复合全身麻醉居多，尤其对猪、狗等体形较大动物，单一静脉麻醉的效果和时间均受限，肌肉松弛很难达到手术要求，故均须多种药物复合应用。静脉全麻缺乏麻醉深度的标志，给药时机与剂量较难掌握，术中有麻醉突然减浅之虑。为了保持麻醉平稳，复合应用吸入全麻很有必要。复合全麻诱导平稳，肌肉松弛，血压脉搏容易保持稳定，有利于气管插管及实验的顺利进行，术后实验动物恢复平稳，能及早清醒。

二、麻醉药物

1．吸入麻醉药物

(1)乙醚：乙醚为无色液体，极易挥发，有刺激性臭味。乙醚具有安全范围广、镇痛作用强、肌肉松弛好、对呼吸及循环抑制轻、使用设备简单等优点。可用于各种大、小手术的全身麻醉，既可单独使用，亦可与其他药物混合使用。乙醚对实验动物比较安全，因为它很少因为过量而致动物死亡。

乙醚有很强的局部刺激性，可引起呛咳、支气管和唾液腺分泌增加、喉痉挛和反射性呼吸停止。开放麻醉时，乙醚还可引起眼结膜炎。在麻醉诱导时和麻醉后，乙醚引起的恶心、呕吐发生率可高达50％。乙醚还能在动物的麻醉苏醒期后诱发既有的慢性呼吸系统疾病急性发作，特别是对兔和啮齿类动物。

乙醚的易爆炸性对动物实验室的安全构成极大威胁。

(2)氟烷：氟烷为无色透明液体，略带水果香味，无刺激性，临床使用浓度不燃不爆。麻醉效能高，诱导迅速、平稳，苏醒也快，麻醉深度较易调节。

氟烷有扩张支气管、不升高血糖、术后恶心呕吐发生率低等优点。但对心血管系统有抑制作用，可出现中度的低血压。安全范围小，须有精确的挥发器，肌松作用不充分，对金属和橡胶有腐蚀作用。

(3)恩氟烷(安氟醚)：恩氟烷为无色透明液体，无明显刺激性气味，化学性质非常稳定，无腐蚀性，临床使用浓度不燃不爆。

恩氟烷的诱导和苏醒较快，易于简便、迅速地调节麻醉深度。恶心、呕吐少、不刺激气道，不增加分泌物，肌肉松弛好。适用于各部位的大小手术。恩氟烷对心血管和呼吸系统有抑制作用，高浓度时可产生惊厥。

(4)异氟烷(异氟醚)：异氟烷化学性质非常稳定，微有刺激气味，无可燃性和爆炸性。诱导和苏醒较快，可以简单迅速地调节麻醉深度。异氟烷具有对循环影响小，毒性小的优点，刺激性气味可引起兔子诱导时屏气，但多数动物无此现象。

异氟烷最大的好处时很少经过生物转化，几乎完全由肺部清除。这意味着它对肝脏药酶系统的诱导很小，因此，对药代实验和毒理实验干扰最小。加上诱导快的特性，在许多实验中广泛使用。

(5)甲氧氟烷：甲氧氟烷为无色透明、带有苹果味的液体，无刺激性、不燃不爆，是一种强效麻醉药，具有一定的术后镇痛作用。甲氧氟烷对人类有明显的肾毒性，但在动物中这种危险是很小的。因其诱导缓慢，在大动物的麻醉中，最好先以静脉诱导，再用其维持麻醉。

(6)氧化亚氮：氧化亚氮是无色、带有甜味、无刺激性的麻醉气体，化学性质稳定，不燃不爆。诱导、苏醒迅速，对心血管和呼吸系统抑制最小。但其麻醉效能很低，不能单独产生麻醉作用，常复合其他麻醉药物。实际使用中，它通常和氧气以50：50或60：40的比例混合使用。禁止为了加大麻醉效能，而盲目加大氧化亚氮浓度。长时间氧化亚氮麻醉停止后，应给动物100％的氧气吸入，防止出现弥散性缺氧。

2．静脉和肌肉麻醉药物

(1)硫喷妥钠：该药为超短效巴比妥类全麻药，为黄色粉末，水溶液不稳定，须临时配制成2.5％的水溶液静脉注射。麻醉时间短为其特点，一次注射后麻醉维持时间仅0.5～1h，实验中常常须补充给药。首次给药对犬、兔、鼠均为0.6ml／kg，追加每次0.1～0.15ml／kg。在给予肌松药的清醒动物实验中，可用该药作为气管插管、接通呼吸机前的麻醉用药。腹腔注射，应用静脉途径的加倍剂量。

(2)戊巴比妥钠：该药易溶于水，水溶液较稳定，但久置后易析出结晶，稍加碱性溶液即可防止析出结晶。根据实验动物不同，可配制1％～3％水溶液，由静脉或腹腔注射，一次给药后麻醉维持3～4h，一次补充量不宜超过原药量的1／5。静脉一次注射，犬用40mg／kg，鼠、兔用30mg／kg，腹腔注射剂量增加20％。此药对呼吸和循环系统都有严重抑制，用于鼠、兔，死亡率较高，用于犬等大型动物也须辅助呼吸。

(3)巴比妥钠：长效巴比妥类药，常用5％溶液静脉注射，兔及大鼠分别用100mg／kg、135mg／kg，犬用90mg／kg，腹腔注射增加10％～15％。此药因其苏醒期长，术后监护麻烦，多用于不要求存活的急性实验动物。

(4)氯胺酮：适用于大多数实验动物。肌内、腹腔或静脉注射皆可。对犬等体形较大的动物，呼吸抑制不明显，但对鼠类则常致呼吸抑制，且对兔和鼠的镇痛效果不可靠。其他动物单独使用氯胺酮亦有骨骼肌紧张、唾液和支气管分泌物增多，以及咽喉反射消失过迟等缺点，与地西泮合用可纠正此类缺点。

静脉注射诱导剂量为1％氯胺酮溶液2～5mg／kg，复合地西泮10～15mg／kg维持剂量每次用诱导量的1／3～1／2。肌内或腹腔注射氯胺酮5％～10％溶液200～1000mg诱导。氯胺酮用于个体较大的灵长类动物的制动较好，对猫和猪也是一种有效的控制药物，但对兔应用性较小。对啮齿类动物，它的效应变化较大，若要达到外科麻醉效果需较大剂量。与地西泮合用时，对绵羊、灵长类动物、猪、犬、鼠和啮齿类动物产生外科麻醉非常有用。对于所有动物，均应使用阿托品或格隆溴铵(胃长宁)，以减少氯胺酮所致的支气管和唾液腺的过度分泌。

(5)氨甲酸乙酯(乌拉坦)：该药易溶于水，在水溶液中稳定，一般配制成20％～50％的水溶液，常用于兔、狗、猫、大白鼠及豚鼠的麻醉，可静脉注射和腹腔注射，静脉注射1g／kg，腹腔或肌内注射1～1.5g／kg。一次给药后麻醉持续时间4～6h或更长，麻醉诱导快，麻醉过程平稳，对动物呼吸、循环无明显影响。但动物苏醒很慢，仅适用于急性动物实验。此药本身有致癌作用，不能用于与肿瘤研究有关的实验。

(6)氯醛糖：该药溶解度小，宜配制成1％的水溶液静脉或腹腔注射，使用前应加热促其溶解，但该药对热不稳定，故加热温度不宜过高，以免降低药效。本药单独使用时，同等剂量情况下麻醉起效时间和麻醉深度因动物物种和个体差异变化较大，故在注入计算剂量后仍未达到理想麻醉状态时，不宜盲目加大剂量，应观察一段时间。氯醛糖较少抑制反射活动，故适合于需要保留反射的实验。

(7)水合氯醛：常用5％溶液。犬静脉注射100mg／kg，腹腔注射150mg／kg。兔和鼠用后常有肌肉紧张，宜与氨甲酸乙酯合用；临用前将两种药等量混合，用60℃等渗盐水配制成5％～10％注射液，按1～2ml／kg静脉注射。麻醉持续时间长，麻醉深度较浅，苏醒期常有激惹现象，一般只用于不要求存活刺激较轻的手术。

(8)速眠新：速眠新(曾用名846合剂)注射液为氟哌啶醇、保定宁、新保灵等药物制成的复方制剂。由军事医学科学院军事兽医研究所研制。本品为动物全身麻醉剂，具有中枢性镇痛、镇静和肌肉松弛作用，用于犬、兔、鼠、熊、狮、虎、马、羊等动物的手术麻醉和药物制动。

肌内注射量每千克体重杂种犬0.08～0.1ml，纯种犬0.04～0.08ml，兔0.1～0.2ml，大鼠0.8～1.2ml，小鼠1.0-1.5ml，猴0.1～0.2ml，羊0.05～0.1ml，大动物每100千克体重黄牛、奶牛和马属动物1.0～1.5ml，牦牛0.4～0.8ml，熊、虎3～5ml，用于镇静或静脉给药时，剂量应降至上述剂量的1／2～1／3。

本品对犬、兔、牛等动物心血管动力学有一定程度抑制，对呼吸功能影响主要表现为呼吸次数减少，部分犬、熊出现潮式呼吸、通气量减少，但对血气指标影响不大，麻醉后动物的保定体位应以不妨碍通气为原则。本品对心血管和呼吸功能的影响一般均在动物生理耐受范围内，机体可自行调整适应，不构成有害作用。必要时可用东莨菪碱和阿托品类药物拮抗本品对心血管功能的抑制作用。

3．肌肉松弛药

在动物实验中常须配合全身麻醉使用肌肉松弛药，以利于在较浅麻醉下进行手术和气管内插管及控制呼吸。但兔及鼠对肌松药比较敏感，用后长时间不能恢复自主呼吸，必须使用时，应准备好术后监护。实验外科最常用的肌松药用法用量见表5-3。

表5-3  常用肌松药的静脉用量(mg／kg)

三、气管插管与呼吸机管理

对动物实施手术，要求痛觉消失，完全制动。但由于动物难以合作，往往需要全身麻醉才能达到目的。全身麻醉如果要求肌肉松弛，则必须进行气管内插管行人工或机械控制呼吸，这就需要呼吸机等设备。专门用于实验动物的麻醉机目前较少供应，大多以人用麻醉机代替，也仅用于体重10kg以上的大型实验动物。小型动物须行气管插管控制呼吸时，一般使用各种麻醉回路来完成。

1．气管内插管

气管插管的意义在于保持动物呼吸道通畅，便于清除气管内分泌物，收集呼出气体样品，也可连接气体流量计等传感器检测呼吸功能。不同的实验动物，进行气管内插管要使用不同的喉镜和气管导管。气管插管前，要了解动物咽喉部的解剖结构，气管导管的粗细、长短要合适。原则是插入尽可能粗的导管。动物的麻醉诱导深度应足够消除咳嗽和吞咽反射，如果要求浅麻醉插管，要做好口、咽、喉部的表面麻醉，插管技术必须很熟练。

(1)犬的气管插管：犬的口、咽、喉腔，易与气管拉成直线，喉和气管系黏膜亦如人敏感，故气管内插管操作方便，可广泛使用于全身麻醉。但狗的口腔和气管相对较长，支气管开口处的解剖关系也与人有所不同。

犬的气管内插管，常规使用经口腔明视下插管。全麻诱导至深外科麻醉期或浅外科麻醉期加用肌松药令自主呼吸停止。动物水平仰卧，头后仰，颈部伸直，即可使口腔与喉头气管成一直线。术者以右手在狗的尖牙后方捏住下颌拉开口腔，左手先将狗舌拉出口外，置于左嘴角处，然后执喉镜将镜片循正中线放入口腔，沿舌根前进直至见到会厌，略将镜片尖端下沉并稍向前伸，使前端越过会厌，然后将喉镜向上提起以抬起会厌和舌根，即可暴露声门。气管导管插入深度宜至声门下6～7cm。此时可自导管外端吹气，观察胸壁是否起伏，并听左右肺野呼吸音，证明导管位置无误。然后用胶带将导管固定在牙垫木棒凹槽内，以布带捆扎狗嘴，使木棒在尖牙后方咬紧，最后将防漏气囊充气。若无防漏气囊，可在放牙垫前，用长纱布条浸透等渗盐水，挤干后填塞在咽腔导管四周防漏。

导管下段及防漏气囊外面，可事先涂布局麻糊剂，使在较浅麻醉下易于耐受导管。局麻糊剂常用丁卡因0.25g，硼酸、西黄芪胶、甘油各适量，加水至100ml配制而成。

(2)猪的气管插管：猪的插管难度在于暴露喉部困难。固定动物于仰卧位，充分伸展头颈部，和其他动物一样，拉出舌头时要防止被牙齿损伤，特别是雄猪的犬牙。如果使用导丝，插管会容易些。导丝的作用是强化导管，并使之更容易直接抵达喉部。使用市售的导丝，它的前端软且无创。紧急情况下，也可由一段长短合适的铜丝替代，但这会增加喉损伤的机会。喉镜在舌面上向前推进，必要时用导丝的末端向下推软腭使其和会厌分开。到达喉部时，喷洒利多卡因。将导管和导丝轻柔地插至喉部，拔除导丝。导管继续前进，这时喉壁常会阻挡导管的前进。当这种情况发生时，微退导管，旋转90⁰重新进入，这一过程应反复多次直至无阻力感。任何情况下均不应将导管强行推入喉部，因为这可能导致严重的创伤、出血以及继发窒息。

(3)兔的气管插管：兔的喉部很难看见，如果要在直视下插管，应准备直的喉镜片或耳镜。插管前喉部应喷洒利多卡因。使用耳镜时，导丝通过喉部后，拔除耳镜，将导管从导丝上滑入气管，之后拔除导丝并妥善固定导管。

另一种插管法无须直视喉部，将兔侧卧、抓紧并伸展头部，同时将头部上提至前肢刚好触及台面，此时将导管从舌面上轻柔地推进至喉部，操作者从导管后端辨听呼吸音，如果使用的是聚乙烯导管，还可以观察导管内壁有无呼出气冷凝雾。呼吸音强或者有冷凝气雾均提示导管接近喉部。当兔吸气时，将导管轻柔地推进。没有进入喉部的标志是呼吸音消失，无冷凝气雾。这时应退出导管，重新操作。该方法无法向声带喷洒局麻药防止喉痉挛，但较易掌握，特别是较大的兔(>3kg)。

(4)大鼠的气管插管：大鼠插管须使用特制的喉镜或耳镜。大鼠仰卧，舌头从一侧口角拉出，将喉镜或耳镜推进直至看到喉部。此时可以插入导管(大小合适的12～16号动脉套管)。要使用改良的Luer接头将特制导管连至合适的麻醉机回路，但应注意这些接头的死腔要尽可能小。为了防止无意中将导管插入另一侧支气管，同时也为了封闭喉部，可以在离导管前端0.75～1.0cm处套上一个小橡皮圈，这样可以减少导管周围漏气，提高通气效率特别是呼气末正压(PEEP)的效率。另一个改良是在Luer接头的基底部粘一根丝线，以便将导管固定至大鼠的下颌。使用耳镜时，还要使用导丝，因为动脉套管无法通过耳镜的内腔。使用医用深静脉导管的导丝比较理想，因为它的前端柔软且可弯曲。当导丝在直视下通过声门后，小心退出耳镜，将导管从导丝上滑入气管。0.7mm的导丝可以和16号、18号的套管配套使用。另一种方法是用强光投射颈部，用小张口器张口嘴巴，将舌头从嘴角一侧拉出后可以看到一个亮的光点随大鼠的呼吸闪动，那就是喉部所在。将导丝通过喉部后，撤掉张口器，将导管从导丝上滑入气管。

2．呼吸机管理

麻醉期间为了维持血液中氧气和二氧化碳的正常浓度，实验动物常需进行机械通气，若胸腔被打开，肺正常的呼吸机制被破坏，此时必须进行机械通气。呼吸机机械通气可以控制吸气和呼气的时间、气体流量及吸气末气道压等。若出现自主呼吸干扰通气，则须用肌松药消除自主呼吸。呼吸机通过使动物气道内间歇正压，达到控制动物肺通气的作用。选择实验动物使用的呼吸机时，最重要的一点是要保证呼吸机最小潮气量适用于所研究的动物。

建立间歇正压通气(IPPV)，须计算要求的潮气量(15ml／kg)，并选择合适的呼吸频率，通常选择略低于清醒状态时静息呼吸频率。常见实验动物机械通气时，潮气量一般设为10～15ml／kg，机械通气频率见表5-4，并根据呼气末二氧化碳监测或动脉血气分析随时调整通气量。

IPPV时吸气期心脏及胸部大静脉受到压迫，这与自主呼吸状态下吸气时，胸部形成的负压的情况正好相反。在IPPV时，产生正压时心脏功能下降，从而引起血压下降。为了减小这种效应，吸气应在较短的时间内完成，但也不能太快，否则会使气道压过高。吸呼比通常设定为1：2，而1：3或1：4的比率对心脏压迫较小，保持气道压峰值不超过20cmH2O。

表5-4  常见实验动物机械通气频率