一、血液的采集

    血液的采集已作专门介绍。   

二、尿液的采集

    实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。

（一）、用代谢笼采集尿液

     代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。

（二）、导尿法收集尿液

    施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动物导尿术。

    用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。

（三）输尿管插管采集尿液

    一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。

（四）压迫膀胱采集尿液

    实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。

（五）穿刺膀胱采集尿液

    实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。

（六）剖腹采集尿液

    按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备，其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱，直视下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁，从镊子下方的膀胱壁进针抽尿。

（七）提鼠采集尿液

    鼠类被人抓住尾巴提起即出现排尿反射，以小鼠的这种反射最明显。可以利用这一反射收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。

三、胸水和腹水的采集

（一）胸水的采集

    主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。

1.  穿刺点定位

    于实验动物腋后线第11~12肋间隙穿刺，穿刺针紧贴肋骨上缘，否则容易损伤肋间神经。也可在胸壁近胸骨左侧缘第4~5肋间隙穿刺。

2.  穿刺方法

    实验动物取立位或半卧位固定，局部皮肤去毛、消毒、麻醉，穿刺针头与注射器之间接三通连接装置，实验人员以左手拇指、食指绷紧局部皮肤，右手握穿刺针紧靠肋骨下缘处垂直进针，穿刺肋间肌时产生一定阻力，当阻力消失有落空感时，说明已刺入胸膜腔，用左手固定穿刺针，打开三通连接装置，缓慢抽取胸水。

（二）腹水的采集

    实验动物被固定于站立位。局部皮肤去毛、消毒、麻醉。用无菌止血钳小心提起皮肤，右手持小针头或穿刺套管针沿下腹部靠腹壁正中线处轻轻垂直刺入，注意不可刺入太深，以免损伤内脏，针头有落空感后，说明穿刺针已

四、  分泌液的采集

（一）阴道分泌物的采集

    适于观察阴道角质化上皮细胞。

1.      滴管冲洗法

    用消毒滴管吸取少量生理盐水仔细、反复冲洗被检雌性动物阴道，将冲洗液吸出滴在载波片上晾干后染色镜检。也可直接将冲洗液置于低倍显微镜下观察，根据细胞类型变化鉴别实验动物动情周期中的不同时期。

2.      檫拭法

    用生理盐水将消毒棉拭子湿润后，挤干棉拭子上的生理盐水，轻轻插入雌性动物阴道内，沿阴道内壁檫拭、转动，然后取出并作阴道涂片，进行镜检。

（二）精液的采集

1. 人工阴道套采精液法

    本法适用于犬、猪、羊等大动物，采用特制的人工阴道套套在实验动物阴茎上采集精液。采精时，一手捏住阴道套，套住雄性动物的阴茎，以完全套住雄性动物的阴茎为佳，插入阴道套后，若实验动物发出低叫声，表明已经射精。此时可取下阴道套，拆下采精瓶，取出精液，迅速做有关检查。

2.阴道栓采精法

    本法是将阴道栓涂片染色，镜检凝固的精液。阴道栓是雄性大、小鼠的精液和雌性阴道分泌物混合，在雌鼠阴道内凝结而成白色稍透明、圆锥形的栓状物，一般交配后2~4小时即可在雌鼠阴道口形成，并可在阴道停留12~24小时。

3.其他采精液法

    用电流等物理方法刺激雄性动物的阴茎或其他性敏感区，使雄性动物被刺激发情，直至射精，用采精瓶采集射出的精液。

（三）乳汁的采集

    用按摩挤奶收集乳汁的方法适合犬、猪、羊等大动物乳汁的采集。选用哺乳期的实验动物，在早上采集乳汁量最多，用手指轻轻按摩实验动物乳头，使乳汁自然流出，如乳汁不能自然流出，可张开手掌从乳房基底部朝乳头方向按摩、挤呀整个乳房，即可挤出乳汁。 

五、骨髓的采集

    采集骨髓一般选择胸骨、肋骨、髁骨、胫骨和股骨等造血功能活跃的骨组织。猴、犬、羊等大动物骨髓的采集用活体穿刺取骨髓的方法；大、小鼠等小动物骨头小难穿刺，只能剖杀后采胸骨、股骨的骨髓。

（一）猴、犬、羊等的骨髓采集法

1.  骨髓穿刺点定位

（1）胸骨：穿刺部位在胸骨中线，胸骨体与胸骨柄连接处，或选胸骨上1/3部。

（2）胫骨：穿刺部位在胫骨内侧，胫骨上端的下方1厘米处。

（3）肋骨：穿刺部位在第5~7肋骨各自的中点上。

（4）髁骨：穿刺部位在髁前上棘后2~3厘米的髁嵴。

（5）股骨：穿刺部位在股骨内侧面，靠下端的凹面处。

2.  骨髓穿刺方法

（1）实验动物按要求固定，穿刺部位去毛、消毒、麻醉，要求局部麻醉范围直达骨膜，也可作全麻。

（2）操作人员带消毒手套，确定穿刺点，估计从皮肤到骨髓的距离并依此固定骨髓穿刺针长度。左手拇、食指绷紧穿刺点周围皮肤，右手持穿刺针在穿刺点垂直进针，小弧度左右旋转钻入，当有落空感时表示针尖已进入骨髓腔。用左手固定穿刺针，右手抽出针芯，连接注射器缓慢抽吸骨髓组织，当注射器内抽到少许骨髓时立即停止抽吸，取出注射器将骨髓推注到载玻片上，迅速涂片数张，以备染色镜检。

（3）左手压住穿刺点周围皮肤，迅速拔出穿刺针，用棉球压迫数分钟。如穿刺的是肋骨，除压迫止血外，还需胶布封贴穿刺点，防止发生气胸。

（二）大鼠、小鼠的骨髓采集法

    将实验动物剖杀、固定，解剖取出股骨或胸骨，于第三胸骨节处剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的试管内或玻片上，继而涂片、染色、镜检。

六、脑脊液的采集

（一）狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内（ 蛛网膜下腔），抽去针芯，即见脑脊液流出。如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。

（二）大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法

在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口（约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。

七、消化液的采集

（一） 唾液

1. 直接抽取法 在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。

2. 制造腮腺瘘法 在慢性实验中，收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2~3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外，将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合，腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。

（二）胃液

1. 直接收集胃液法 急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内，在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液，此法适用于狗等大型动物。如是大鼠，需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。

2. 制备胃瘘法 在慢性实验中，收集胃液多用胃瘘法，如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。

（三）胰液和胆汁

在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。

有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。