广东省实验动物信息网

编者：资源增量是实验动物科技发展的核心任务，是实验动物对生命科学研究提供支撑和服务的基础和保障。自上世纪80年代以来，我国老一辈实验动物科学家苦心孤诣，在实验动物资源研发工作中取得的多项开创新成果。 

 

1988年《实验动物管理条例》发布实施，在实验动物工作规范化、法制化管理，保障实验动物和动物实验的质量，推动我国科技发展和民生保障等方面发挥了重要作用。特别是在实验动物资源标准化、新品种/品系开发和动物模型创制方面，取得了令人瞩目的成果。

 

为此，借“科技资讯”之窗，陆续推出我国实验动物专家在此领域所作的工作及取得的应用成果。

 

 

糖尿病是一组以高血糖为特征的代谢性疾病，患者具有胰岛素分泌或作用缺陷，或者两者同时存在。糖尿病及其并发症，尤其是心血管疾病的发病率，在世界范围内呈增长趋势。糖尿病是终末期视网膜病和肾脏病的主要因素。糖尿病现在已经成为世界范围内的主要健康威胁。2017年全球约4.25亿成年（20-79岁）糖尿病患者，预计到2045年，糖尿病患者可能达到6.29亿。2017年，中国大陆约有1.144亿成年糖尿病患者，预计到2045年，糖尿病患者数量可达1.198亿[1]。 

 

动物模型是探讨糖尿病发病机制，测试新药的功效和安全性的重要手段。目前，糖尿病实验研究仍然主要应用啮齿类动物模型，这是由于它们具备维持费用低廉，标准化的饲养环境，伦理上的易于接受，快速繁殖的生物学特性，高效和成熟的遗传修饰技术，大规模的标准化表型分析计划，以及方便应用的大规模的参考信息数据库[2]。尽管野生型和遗传修饰的工程化啮齿类动物模型已经成为基础医学研究的主要材料，但是由于啮齿类动物模型通常难以精确地模拟人类疾病的病理过程，在研究发现向人类临床转化过程中，例如，对于新的候选药物的临床效力和安全性的预测方面，常常难以获得理想的结果[3、4]。 

 

近年来，猪在生物医学研究领域的应用快速增长，这是由于它们在解剖学、代谢、生理和病理生理方面与人类有许多相似性，具有很强的繁殖能力，伦理上易于接受，而且猪的遗传修饰技术发展充分。人们普遍认为非啮齿类动物模型提供了更多的信息并改善了临床前研究的预测价值，猪可以作为啮齿类动物研究成果向临床转化的桥梁[5-8]。现在，遗传修饰猪模型用于糖尿病研究和其他转化医学领域研究发展迅猛。为便于小型猪在糖尿病研究领域的推广和应用，本文拟对该领域的研究进展进行综述。

 

1、猪糖尿病诊断标准

 

糖尿病包括一系列的不同症状和一个高血糖的共性特征。因此，糖尿病的诊断以血糖值为主要依据。人类糖尿病的诊断标准主要依据WHO的推荐标准（2006年），即空腹血糖浓度高于126 mg/dL (7.0 mmol/L)或者口服75g葡萄糖后2小时血糖浓度高于200 mg/dL (11.1 mmol/L)[9]。在2011年，WHO又推荐以糖化血红蛋白（HbAlc）高于6.5%作为诊断糖尿病的节点[10]。由于猪的正常血糖值范围与人类的十分接近[8、11]，因此，Bellinger等[8]认为小型猪糖尿病的诊断可以参考人类的糖尿病诊断标准。 我们实验室测定了79头（36♂，43♀）10～14月龄的巴马小型猪的空腹血糖值和静脉糖耐量（IVGTT）（静注50%葡萄糖1.8ml/kg），同时测定了4项血脂指标（TG、TC、HDL-C和LDL-C）作为参考。结果表明，小型猪的空腹血糖值范围：3.65～6.77 mmol/L；95%可信区间：3.60～6.30 mmol/L；99%可信区间：3.17～6.73 mmol/L。IVGTT （2h）血糖值范围：3.89～7.65 mmol/L；95%可信区间：4.18～7.52 mmol/L；99%可信区间：3.66～8.04 mmol/L。因此，我们以测定结果为基础，参照人类的糖尿病诊断标准，设定巴马小型猪糖尿病诊断标准（基本以95%可信区间的上限至99%可信区间的上限为糖尿病前期，以高于99%可信区间的上限为糖尿病。由于小型猪基本上无自发糖尿病，糖尿病的诊断标准应高于现有测定值的最高值6.77mmol/L，因此，诊断标准再适当上调0.2 mmol/L）。巴马小型猪糖尿病前期：空腹血糖6.5～6.9 mmol/L，IVGTT （2h）7.7～8.2mmol/L。糖尿病：空腹血糖＞6.9 mmol/L，IVGTT （2h）＞8.2mmol/L[12]。 

 

我们实验室测定了25头巴马小型猪的血清HbAlc，平均值3.1±0.4（2.4～3.8）%。另外测定了农大小型猪10头和五指山小型猪6头，平均值分别为4.98±0.17%和3.75±0.37%。

 

2、1型糖尿病模型

 

糖尿病的分类现在普遍采用美国糖尿病协会的分类标准[13]，分为1型、2型、妊娠期和特异性糖尿病，其中，1型糖尿病占糖尿病病人的5-10%，2型糖尿病占90-95%，其他类型很少。1型糖尿病是由于胰岛β细胞被破坏，通常导致胰岛素绝对缺乏。 

 

由于猪没有自发的糖尿病，必须通过外科手术或化学药物来诱发1型糖尿病。胰腺切除可以直接导致胰岛β细胞缺失，引起胰岛素绝对缺乏性糖尿病，但是由于胰腺切除术存在手术创伤等一些不利因素而不作为首选方法。已经有不少文献报道了应用化学药物损害胰岛β细胞后建立小型猪1型糖尿病的实验，成为常用的研究人类1型糖尿病的模型，例如：研究β细胞功能、数量、药物干预的影响等，同样，研究1型糖尿病的发展与涉及的炎症过程和遗传类比方面，小型猪也是最具相关性的模型。但是，由于糖尿病必须通过实验性诱发才能获得，与疾病发生发展相关的问题在现有模型无法直接研究。 

 

2.1手术切除胰腺模型 

 

手术切除胰腺后，小型猪可迅速发展为糖尿病，动物存活率低，通常不超过10天，但是通过精心的术后护理和药物治疗动物也可长期存活[14]。一些研究对比了手术切除胰腺与药物诱发糖尿病的差异[14-16]。这种模型由于胰岛β细胞被完全切除，能够达到无内源性的胰岛素或C肽产生，而这一点对于评价临界数量的胰岛细胞移植效果具有十分重要的优势。这种模型也具有显著的不足：①外科手术严重地影响了动物机体的动态平衡，糖尿病小型猪需经历创伤修复和机体其他功能的慢慢修复过程；②生理学上丧失了抵抗胰岛素功能的胰高血糖素和消化功能所必需的胰酶；③必须在强化术后护理的情况下胰腺完全切除猪才能存活，而且动物的长期存活需要药物治疗方案，包括胰岛素、胰酶等。

 

2.2化学药物诱导糖尿病模型 

 

2.2.1 链脲佐菌素（Streptozotocin，STZ）诱发的糖尿病 

 

STZ对胰岛β细胞具有选择性毒性作用，对动物机体组织的毒性相对较小，动物存活率高，是目前广泛采用的制备动物糖尿病模型的药物。已见报道的模型包括：小鼠、大鼠、兔、犬、猪、猴、树鼩等多种动物，应用剂量40 mg/kg～150 mg/kg不等。STZ的化学成分为甲基-1-亚硝酰基-C2-D葡萄糖。该化合物通过GLUT2受体进入β细胞，引起DNA链断裂，继之激活修复机制，导致细胞烟碱腺嘌呤二苷核酸和ATP减少至低于生理水平，从而引起细胞死亡。应用STZ的药理性作用引起β细胞损伤，从而出现显著的空腹血糖升高和葡萄糖刺激的胰岛素分泌减低，类似于人类的1型糖尿病。研究表明，猪对STZ不太敏感，可成功诱导大鼠糖尿病的剂量（40 mg/kg～60 mg/kg）对猪的糖耐受没有明显的影响。Dufrane等[17]认为这与GLUT2受体表达有关。STZ通过GLUT2受体进入胰岛β细胞起作用，与大鼠和猕猴相比，猪胰岛β细胞的GLUT2受体表达量相对较低，因此，需要较大剂量的STZ才能破坏足够数量的胰岛β细胞，引起糖尿病。在他们的研究中，150mg/kg的STZ可引起97%的胰岛β细胞被破坏，造成持久性的糖尿病。 

 

现在，单次静脉注射150mg/kg的STZ成为药物诱发猪糖尿病的最常用方法，最长观察期3年仍然维持糖尿病状态[14-20]。早期也有学者探讨低剂量多次给药的发方法，例如，Marshall等采用2次低剂量的给药方案，即60 mg/kg，8天后再给予30 mg/kg，成功地诱发了汉福德小型猪糖尿病（4/7的动物获得了稳定的糖尿病）[21]；在另一项研究中，他们采用55 mg/kg和50 mg/kg的剂量，间隔8天给药，使尤卡坦小型猪获得了严重的糖尿病，而且动物的体重显著降低，整个实验观察期（6个月）呈持续的高血糖；Laura等以50 mg/kg的STZ连续3天静脉注射，引起了约克夏猪稳定的、严重的糖尿病。 

 

Larsen等[24]应用雄性哥廷根小型猪建立了一种温和的糖尿病模型。烟碱（NIA）能够通过抑制与STZ损害有关的DNA修复机制而保护β细胞。他们的研究表明，成年哥廷根小型猪单独应用剂量为100 mg/kg～125 mg/kg的STZ能够引起严重的糖尿病，但是疾病的严重程度个体差异很大。NIA和STZ联合应用可使STZ剂量与空腹血糖值的剂量-反应曲线变缓。应用67 mg/kg的NIA和125 mg/kg STZ能够获得一个中等水平的空腹或餐后高血糖症，而且这种温和的糖尿病至少可以稳定维持2个月，使之成为一个研究治疗糖尿病新药的适用模型。这种NIA和STZ联合应用建立糖尿病模型的方法在大鼠中也有应用，在猪模型研究中，只有这一个团队采用[25]。 在STZ性糖尿病研究中，报道应用的猪品种包括哥廷根小型猪、尤卡坦小型猪、汉福德小型猪、约克夏猪、长白猪和杂交猪，我们实验室探讨了我国小型猪对STZ的敏感性[26]。我们应用5～7月龄的巴马小型猪、贵州小型猪和五指山小型猪，单次静脉给予120 mg/kg或150 mg/kg的STZ。应用120 mg/kg的STZ，5/9头猪发生糖尿病，其中，4头为一过性糖尿病，高血糖症状持续2周～1月，1头（五指山小型猪）为持续的糖尿病，高血糖症状在28个月后自发恢复，所有动物的空腹血糖最高值不超过20 mmol/L。应用150 mg/kg的STZ，7/9头动物发生糖尿病，其中，5头为严重的糖尿病，高血糖症状保持在20 mmol/L～35 mmol/L之间，并持续至实验结束（3个月）；2头为一过性糖尿病，高血糖症状持续10天～20天，空腹血糖最高值不超过20 mmol/L；有2/9头未发生糖尿病。该结果表明，我国小型猪对STZ的敏感性与国际上其他品种猪类似，诱导稳定的糖尿病模型需应用至少150 mg/kg的STZ。不同个体对STZ的敏感性差别很大，其原因可能与遗传变异有关，因为我国小型猪的生产种群大多比较小，不可避免地存在一定程度的近交和遗传分离现象，造成个体遗传差异较大。

 

2.2.2 四氧嘧啶（Alloxan, ALX）诱发的糖尿病 

 

ALX是另一个特异性引起β细胞损伤的化合物。其作用机制与STZ类似，致糖尿病作用也十分相似。由于其毒副反应比STZ大，现在较少采用。可见应用ALX诱发尤卡坦小型猪、哥廷根小型猪、辛克莱小型猪糖尿病的报道。ALX剂量在100～200 mg/kg之间，引发严重的糖尿病。ALX在剂量为80 mg/kg可以引发哥廷根小型猪温和的糖尿病，能够观察到β细胞部分缺失，但是空腹血糖正常[27]。Boullion 等[28]采用静脉注射ALX（175 mg/kg）的方法建立了尤卡坦小型猪糖尿病模型。Hainsworth等[29]利用这一模型进行了微血管病变的检测，他们在糖尿病持续20周后，对视网膜微血管的变化进行了评价。发现与非糖尿病猪相比，糖尿病猪视网膜毛细血管的基膜增厚，而这一改变似乎与饲喂高脂肪饲料引起的血脂紊乱无关。 

 

3、2型糖尿病模型 

 

2型糖尿病是多基因引起的遗传易感性疾病，其突出特征是存在胰岛素抵抗背景下的渐进性胰岛素分泌缺陷。由于对胰岛素抵抗的遗传易感性机制，尤其是对胰岛素抵抗加速动脉粥样硬化和其他糖尿病并发症的发病机理认识的不足，至今改善胰岛素抵抗的策略进展有限。基于在代谢机制以及动脉粥样硬化研究中发现的与人类的高度一致性，猪成为2型糖尿病胰岛素抵抗机制研究很有潜力的模型，有希望用于确定导致糖尿病并发症的机制以及开发和测试新的治疗手段。目前主要通过高糖高脂饮食诱发猪的2型糖尿病，这种模型与人类自发性糖尿病最接近，遗憾的是存在诱发周期长、发病率低等不足。现在最常用的2型糖尿病模型是高脂饮食配合小剂量STZ诱发的大鼠模型，这种方法在猪体内的实现将大大缩短模型诱导时间。 

 

a）单纯高糖高脂食物诱导2型糖尿病

 

自发性糖尿病在猪群中很少发生，但是，能够通过高糖高脂饮食人工诱发2型糖尿病。猪喜甜食，一般能够耐受高糖高脂饲料。我们实验室用高糖高脂饲料同时诱导广西巴马小型猪、五指山小型猪和农大小型猪（源自贵州小型猪），结果最早可诊断糖尿病的为1头广西巴马小型猪，在应用诱导饲料后第5个月空腹血糖达到13.05mml/L。持续诱导8个月，可诊断为糖尿病的动物共计3/18头（2头五指山小型猪、1头巴马小型猪），糖尿病前期的3/18头（2头五指山小型猪、1头巴马小型猪），糖代谢无明显异常的动物12头（2头五指山小型猪、4头巴马小型猪和6头农大小型猪）[30]。这一结果提示，单纯高糖高脂食物能够诱导小型猪发生2型糖尿病，发生稳定的2型糖尿病需1年以上时间，而且并非全部动物发病；小型猪不同品种对糖尿病的易感性有差异，五指山小型猪相对比较易感，农大小型猪不易感；同一品种的小型猪对高糖高脂饲料诱发糖尿病的易感性变异很大；小型猪胰岛形态和β细胞数量未发生明显改变，也未见炎性细胞浸润；饲喂高糖高脂饲料的小型猪体重增长加速，明显肥胖和广泛的脂肪沉积。 

 

Larsen等[31]以高脂高能量饮食饲喂雄性哥廷根小型猪3个月，发现动物体重增长明显，其中总脂肪和躯干脂肪显著增加，而非脂肪体重相对减少。空腹血糖和胰岛素轻微增长，但是口服糖耐量尚未出现明显改变。提示哥廷根小型猪连续3个月的高脂高能量饮食饲喂，能够诱发糖耐量和胰岛素敏感性的轻微异常，如果诱发2型糖尿病需要更长的时间。Xi [32]等应用高糖高脂饲料饲喂贵州小型猪6个月，其中4/5头出现空腹血糖升高（7.2 mmol/L～9.8 mmol/L）、口服糖耐量异常，呈现糖尿病或糖尿病前期的变化，而1/5头动物血糖无异常。Lin等[33]利用巴马小型猪观察了单纯高糖高脂饮食饲喂对小型猪肾脏的影响。他们以高糖高脂饲料饲喂10月龄的雄性小型猪5个月，发现小型猪口服糖耐量出现异常，虽然小型猪血清肌酐和尿素氮指标无异常，但是，尿液中葡萄糖/肌酐、白蛋白/肌酐、N-乙酰-β-氨基葡萄糖酶/肌酐却升高，肾脏形态学上也可见轻微异常，提示存在早期的肾损伤。

 

b)高脂饮食结合低剂量STZ诱导2型糖尿病

 

2000年，Reed等[34]率先创立了高脂饮食诱导动物发生胰岛素抵抗，再以小剂量STZ破坏胰岛β细胞建立大鼠2型糖尿病模型的方法。此后，Srinivasan等[35]进一步完善了这一模型，他们测试了25、35、45、55mg/kg等4个STZ剂量，并应用促胰岛素分泌剂（格列吡嗪）和增加胰岛素敏感剂（吡格列酮）来验证胰岛素抵抗和胰岛素分泌情况，确立了高脂饲喂2周，应用35mg/kg的STZ建立大鼠2型糖尿病的方法，并成为现在最常用的2型糖尿病模型。也有一些学者探讨应用这种方法建立小型猪2型糖尿病模型。肖国华等[36]应用版纳微型猪进行了探讨。他们采用2月龄雄性小型猪，以高糖高脂饲料连续喂养12个月，在第1个月和第7个月末分别腹腔注射50 mg/kg的STZ。结果空腹血糖在第二次注射STZ后明显升高，血清胰岛素浓度在第一次应用STZ后就出现了降低，第二次注射后降低更加明显。有趣的是血清胰岛素浓度在5-7月出现明显升高。孙若飞等[37]应用滇南小耳猪进行了探讨。他们采用2-3月龄的雄性小型猪，持续高糖高脂饲料喂养8周，在第4周静脉注射40mg/kg的STZ。结果应用STZ后小型猪的空腹血糖显著升高，在第6周和第8周分别为16.03±4.08 mmol/L和11.07±0.34 mmol/L，而血清胰岛素和C肽浓度在第8周均明显降低。由于版纳微型猪来源于滇南小耳猪，它们的遗传背景十分接近，上述两份研究报告小型猪对STZ毒性反应的差异有待进一步探讨。于健等[38]、腾东剑等[39]和Yanjun[40]等分别应用巴马小型猪进行了研究，于健等采用2-3月龄的雄性小型猪，高糖高脂饲料连续饲喂12个月，在第11个月初腹腔注射100 mg/kg的STZ，间隔1周重复注射上述剂量的STZ，此后空腹血糖值明显升高(11月和12月分别为13.2±1.9 mmol/L和11.5±1.6 mmol/L)，血清胰岛素浓度略低于对照组（11月和12月分别为6.42±0.36 mU/L和6.57±0.33 mU/L）。腾东剑等采用3-4月龄的雄性小型猪，高糖高脂饲料喂养持续9个月，在第7个月末静脉注射80 mg/kg的STZ。 此后2个月空腹血糖显著升高（P<0.05），而血清胰岛素明显降低（P<0.05）。Yanjun等采用雌性小型猪（体重20-22kg）持续高糖高脂饲喂10个月，在第6个月末静脉注射60mg/kg的STZ。结果在注射STZ后空腹血糖显著升高，而血清胰岛素未发生显著变化。上述3篇应用巴马小型猪的研究，高糖高脂饲喂持续了9-12个月，分别在第6、7、11个月注射STZ，剂量分别为60、80、100×2 mg/kg，应用STZ后的动物反应却类似，因此，该方法建立小型猪2型糖尿病模型的条件尚需进一步确立。

 

4、猪的遗传修饰与糖尿病模型

 

猪的遗传修饰技术起始于1988年，Vize等[41]通过显微注射将携带有人类金属硫蛋白启动子的外源生长激素基因转入受精卵，获得了转基因猪。由于猪的胚胎干细胞体外培养的难题至今尚未解决，这种利用受精卵显微注射获得转基因猪的技术成本高、成功率低，因而进展缓慢。直到2001年，猪体细胞克隆技术获得突破，在第一头体细胞核移植转基因克隆猪诞生后，利用基因工程技术制备人类疾病模型的研究才得以快速发展。2013年，CRISPR/case9基因编辑技术的出现，大大加速了基因敲除猪的研发进程。由于2型糖尿病为多基因复杂性疾病，虽然进行了很多探索，到目前为止，获得可靠糖尿病症状的模型主要为单基因变异模型，包括：RIP II 转基因猪(Human GIPRdn cDNA driven by rat ins2 promoter, RIP II)；Porcine InsC94Y转基因猪；Human HNF-1αP291fsinsC转基因猪。 

 

RIP II 转基因猪：在进食后，肠降血糖素-葡萄糖依赖性促胰岛素多肽（GIP）和类高血糖素-1（GLP1，也称作GCG）分泌，从而促进葡萄糖引起的胰岛素分泌。2型糖尿病患者的GIP功能受损，提示它与早期疾病的发生过程相关。为模拟2型糖尿病，Renner 等[42]建立了由大鼠胰岛素启动子控制的表达人类胰岛GIP受体突变（GIRPdn）的小型猪。在11周龄，这些小型猪呈现由于胰岛素分泌延迟的糖耐受减低，随着年龄增长胰岛素分泌减少和胰岛β细胞数量减少。β细胞数量减少是由GIP信号系统贫乏造成细胞增殖和存活的减少引起。这与在其它种类的动物体内的发现一致[43]。代谢研究揭示血浆氨基酸和脂质的变化与β细胞数量显著相关。这一猪模型曾经用于测试药物liraglutide（长效GLP1衍生物，一种GLP1受体拮抗剂，可代偿GLP1信号增强引起的GLP缺乏）。测试发现该药物可改善胰岛素敏感性，减少体重增长和食物摄入，但是不能停止β细胞数量丢失[44]。这些发现与人类糖尿病患者体内的发现相似，而在小鼠糖尿病模型的研究却表现不一样的结果[45、46]。

 

Porcine InsC94Y转基因猪：人类胰岛素基因突变，例如，INSC96Y，可引起持久的新生儿糖尿病[47]。在胰岛β细胞表达猪INSC94Y突变的胰岛素转基因（与人类INSC96Y同源）猪，发现在内质网聚集错误折叠的胰岛素而表现为β细胞凋亡。INSC94Y突变转基因猪在出生后8天发生白内障，在4.5月表现为持久性的新生儿糖尿病，包括体重降低，β细胞数量减少，空腹胰岛素水平降低[48]。在1年的观察期内，在肾脏或神经组织未检出与糖尿病相关的病变。 

 

Human HNF-1αP291fsinsC转基因猪：青春晚期糖尿病以胰岛素分泌受损伴随轻微影响胰岛素作用为特征[49]。通常由编码肝细胞核因子1α（HNF-1α）基因的显性失活突变引起[50]。携带人类HNF-1αP291fsinsC突变的小猪在2周时发展为高血糖，而且在19周的肾脏表现明显的肾小球结节性病变，这种糖尿病肾病的标志病变在10个月的观察期内不断扩展。然而，这个模型缺乏人类糖尿病肾病所具有的严重糖尿病肾病的特症[51、52]。

 

5、提高小型猪对糖尿病易感性的努力

 

在自然状态下，猪已经进化为在夏季高效聚集和储存能量，而应用于可获得食物少的冬季。猪的这种合成代谢-脂肪合成容量在家畜化驯养过程中被放大，家猪被选择培育成肥胖型以供人类消费。其结果导致猪具有大容量的胰岛β细胞群，从而对致糖尿病环境具有抵抗力（能量过剩和较少活动）。因此，自发性糖尿病在猪群中很少见，当暴露于致糖尿病环境时，需要很长时间才能发展为糖尿病，甚至还不能保证所有猪均能诱导成糖尿病[53]。提高猪对糖尿病的易感性和缩短诱导糖尿病的时间也是人们关注的问题。 

 

美国的奥斯萨巴猪（Ossabaw island hog）和西班牙的伊比利亚猪（Iberian pig）被认为是具有2型糖尿病易感性的品种。奥斯萨巴猪来源于伊比利亚猪，由早期西班牙移民放养于美国佐治亚州的奥斯萨巴岛上，由于这种猪长期隔离在秋季食物充沛而冬季相对匮乏的自然条件下，经过几个世纪的进化而形成了“节俭基因型”，是目前唯一被认为具备2型糖尿病遗传易感性的猪[54]。伊比利亚猪具有在肌纤维之间聚集脂肪的特征，经筛选培育的瘦素抵抗品系具有食欲旺盛的特点，易于诱导肥胖和2型糖尿病的前期症状[55]。此外，Rapacz猪[56]具有遗传性高胆固醇血症，这种自发的血脂紊乱也是胰岛素抵抗人群的特征，具有易发2型糖尿病的潜力。 

 

1979年，美国科罗拉多州立大学的Phillips等[57]发表了糖尿病易感尤卡坦小型猪的遗传选育研究。他们利用静脉糖耐量测试（IVGTT）筛选了两个尤卡坦小型猪品系，一个是高血糖清除率的品系（High-K），一个是低血糖清除率的品系（Low-K），分别选育了4个和5个世代。并利用这些动物进行了糖尿病模型建立、遗传因素对糖尿病形成的影响、食物因素对糖尿病形成的影响等一系列研究。在1987年，Hand等[58]应用繁殖到第7世代的Low-K品系小型猪进行糖尿病诱导实验时，发现这群小型猪的高糖尿病易感性已经丧失。2型糖尿病是多基因复杂疾病，其遗传易感性在同卵双胞胎中也未达到完全的一致性[59、60]，因此，增加遗传易感性的选育研究将会困难重重。