一、实验目的    构建脊髓蛛网膜下腔置管的SD大鼠模型。

二、实验技术及原理    利用腰穿给药的原理建立脊髓蛛网膜下腔置管的模型。

三、材料与方法

(一)实验试剂和主要仪器

1.实验试剂  水合氯醛、生理盐水、75％乙醇、碘伏、青霉素钠、2％利多卡因等。

2.实验器  手术刀、眼科剪、组织剪、有齿镊、持针器、弯钳、蚊钳、缝针、缝线、7号针头(去针尖打磨)、PE-10导管(外径0.6mm，内径0.3mm)、腰麻针针芯(直径0.3mm)、微量进样器等。

(二)实验动物

健康雌性SD大鼠，体重200—2509，清洁级，由四川大学动物实验中心提供。

(三)实验步骤

1.麻醉  成年SD大鼠称重并记录，腹腔注射10％水合氯醛(100mg/kg)麻醉。

2.置管  PE-10导管剪成8cm一段分装，高压消毒、封存备用。大鼠取俯卧位，下腹部垫一个20ml注射器。左手置于大鼠脊柱下段两侧，可触及一对钝形突起——髋结节，其水平连线为大鼠L6水平。剪毛、碘伏消毒。于背部正中线L3～L4间隙处做长约2cm的皮肤纵切口，切开筋膜，钝性分离L3及L4棘突周围肌肉，暴露L3～L4棘突间隙，部分L3、L4棘突切除，形成“V”形切口，以利于手术操作。进一步暴露上、下关节突间黄韧带。左手持弯钳提起上位棘突，右手以7号针头探查，穿破黄韧带及硬脊膜，以鼠尾突然出现侧摆或后腿突然出现抽动为成功标志，同时可见清亮的脑脊液外溢。经硬脊膜破口向尾侧插入PE-10导管2cm。此时可见导管内充盈清亮的脑脊液。脊髓蛛网膜下腔置管成功后，固定、缝扎导管。至少缝扎两次，以防脱落。生理盐水10μl冲洗PE-10导管，防止血栓堵塞。管腔用消毒后的腰麻针针芯封闭，防止脑脊液外溢。针芯务必完全置于管腔内，尽量不要外露，以防刺激引起肉芽组织增生，给下一步实验增加难度。导管埋于皮下，缝合切口。术毕肌内注射青霉素钠。台灯照射保温1～2h。大鼠单笼饲养1周，每日检查有无脊髓神经损伤及局部感染现象。

四、结果评估

(1)大鼠脊髓蛛网膜下腔置管术，手术时间为20～30min。每日观察未见脊髓神经损伤表现。

(2)蛛网膜下腔给药注射的可靠性：①蛛网膜下腔注射20μl亚甲蓝，打开椎管，暴露脊髓，发现导管均位于蛛网膜下腔内。②蛛网膜下腔注射2％利多卡因10μl，2min内大鼠全部出现双后肢瘫痪，钳夹双上肢躲避反射存在，而双下肢无反应，夹尾反射消失，证明药物已在脊髓起作用。

五、大鼠脊髓蛛网膜下腔置管术优势

大鼠脊髓蛛网膜下腔置管术作为一项较新的方法，相比以前的方法有以下优势：

(1)导管的固定方面：采用缝扎法，可充分固定导管，并将导管置于皮下，有效降低了导管脱落率。

(2)抗感染方面：严格消毒，无菌操作，术毕肌内注射或腹腔注射抗生素，在一定程度上减小了感染的发生率，且导管埋于皮下，伤口缝合，减少了细菌接触。

六、本技术需要的注意事项

(1)大鼠注意抗感染，主要措施包括手术器械的消毒、切口的消毒、术后预防性注射抗生素。

(2)麻醉及术前、术中和术后注意保温，保温的方法有实验桌内装灯、电褥、台灯照射等。

(3)手术过程中动作要轻柔，避免损伤脊髓，尽可能减少出血。遇到阻力较大的情况时，切不可硬性插入，以免损伤脊髓和脊神经根，可将插管退回少许，转动插管，换一下方向或者调整一下大鼠的体位。

(4)蛛网膜下腔给局麻药时应缓慢，防止麻醉平面过高，引起呼吸、循环抑制。