1．实验动物  选用专门培育的实验用小型猪。进行慢性实验时最好选择体重25～30kg、约6月龄的小猪，保证手术操作的方便，而在研究结束时体重增长不致过快。

2．模型制备方法：这里主要介绍最常用的Ameroid缩窄环模型的制备方法。

(1)制备该模型应在具备无菌条件的动物手术室进行，手术室中应配备有麻醉机、心电监护仪、除颤仪等设备。

(2)动物诱导麻醉后进入动物手术室，仰卧位，气管插管并连接麻醉机，在手术过程中可予静脉麻醉或吸入麻醉。手术过程中持续心电监护，有条件可同时进行动脉内测压及血氧饱和度监测。

(3)根据心尖搏动位置选择左侧第4或第5肋间做横切口，逐层切开，开胸器辅助暴露手术野。切开心包并悬吊，可以看到左前降支及左回旋支分别位于前室间沟和房室沟内。Ameroid缩窄环通常放置在回旋支的起始部，也可考虑放置在前降支，但在前降支应尽量放置在第一个较大的对角支发出以后，大约前降支全长的中上1/3交界处。小心分离目标部位的冠脉血管约1cm，将分离出的血管穿过缩窄环的缺口，缩窄环即固定在血管周围。缝合心包，逐层缝合切口。手术过程中应尽量减少对冠脉的操作。

(4)动物清醒后拔出气管插管。术后应记录心电图作为基线资料。

3．注意事项  根据前降支血管的直径选用适当内径的缩窄环，以尽量减少发生过早闭塞或不能完全闭塞的可能性。

4．研究结果的评价

(1)冠状动脉造影：术后约4周行冠脉造影明确靶血管闭塞程度，以确认是否符合研究的要求。

(2)心肌灌注的测定：应用注射放射性微球或荧光微球法进行心肌灌注的测定是经典的评价方法，被大量应用于心肌缺血相关的动物实验中，已经有多年的历史。放射性微球为Dupont-NEN公司产品，有多种放射性核素标记的微球可供使用；荧光微球为多种颜色的套系，可根据研究需要选择，是由Triton公司生产的(Triton Technology Inc.，San Diego CA)，均可直接订购。微球的注射时间可以有不同的选择，以实现不同的目的，如在缺血模型建立前标记基础的灌注水平，或在特定血管注射以标记血管分布区域，及在建模后用于评价实际的心肌灌注等，同一动物可以多次注射不同同位素标记或不同颜色的微球。动物处死后，将心肌组织按研究要求分割，进行放射性示踪或回收荧光微球、提取颜料以荧光分光光度计进行分析，计算不同心肌组织的灌注情况。大量动物实验和临床研究均证实心肌血流量在左心室不同区域是有差异的，心室特定区域在不同时间的心肌血流量绝对值也是不同的。因此，为了评价局部心肌灌注的变化，建议对数据进行标准化，用占正常无缺血区灌注的百分比来表示缺血区的灌注水平，这样在系列观察中便于比较，而消除心肌血流量绝对值的空间和时间差异对结果的影响。

在活体动物可以考虑采用放射性核素心肌显像、磁共振成像方法进行心肌灌注的测定。一般情况下，这两种方法的成本较高，仅在猪等大动物考虑应用。

在采用Ameroid缩窄环模型时，必须注意心肌缺血仅在负荷状态下方可出现，因此需要采用负荷试验的方法，可供选择的方法包括快速心室起搏(在术中直接进行或埋植心外膜电极供以后使用)、药物负荷(多巴酚丁胺或双嘧达莫等)，其中起搏的方法应用较多，效果比较稳定。

(3)心肌功能的评价：在小型猪，应用常规超声心动图可以很好地评价心脏的收缩功能。通常采用的指标包括用左室射血分数(LVEF)来反映左室整体的收缩功能，用左室收缩期室壁增厚率(WT％)来反映左心室某个局部心肌的收缩功能。如为动物进行放射性核素心肌显像，可以同时对心肌的功能进行评价。

(4)组织学：应通过组织学手段评价微血管生成和小动脉生成(angiogenesis和arteriogenesis)，采用血管内皮细胞及血管平滑肌细胞特异性标记的免疫组化染色，以确认血管结构的存在，显微镜下计数。常用的血管内皮细胞标记包括CD31、vWF，血管平滑肌细胞通常以α肌动蛋白标记。