啮齿类实验动物的遗传质量控制应该和微生物质量控制一样作为实验动物设施质量控制计划的重要组成部分。

本文由FELASA实验小鼠遗传质量控制和遗传监测工作组提出，描述了动物设施啮齿类动物遗传质量控制计划的目标和可用方法。

遗传质量控制计划的主要目标是:

(a)验证近交系及亚系的真实性和一致性，从而确保遗传上的可靠性;

(b)检测可能的基因污染;

(c)精确描述遗传系的遗传组成。

虽然本文主要关注小鼠和大鼠的遗传质量控制，但这些原则也适用于其他啮齿类动物。

（一）标准化实验啮齿类动物

01 近交系

国际小鼠标准化遗传命名委员会和大鼠基因组命名委员对近交系的定义是：一个品系经历了至少连续20代的兄弟姐妹交配或亲子交配，且品系内所有个体都可追溯到起源于第20代或以上代数的一对共同祖先，即为近交系。

此时，种群内的动物平均剩余杂合度≤2%，个体可视为基因相同。据估计，兄弟姐妹交配需要24代才能达到杂合度< 1%，需要36代才能达到(几乎)完全同源。

同源性意味着相同的组织相容性（抗原），意味着品系内每个个体的基因都相同，一个品系的任意个体可以永久接受来自同一品系和性别的任何个体的组织移植。与克隆动物和同卵双胞胎(所有基因组位点100%相同)不同，近交系啮齿类动物除了是等基因的，在几乎所有的基因组位点上也都是纯合子。

总的来说，每个近交系都代表一个随机但独特的等位基因组合。如果用同样的初始动物从零开始重新培育一个品系，经过同样的20代近亲繁殖，所产生的品系在遗传上一定不同于原来产生的那一个。

常见的近交系小鼠品系包括:A/J、BALB/c、C3H/He、C57BL/6、DBA/2、FVB/N等;大鼠品系包括:ACI、BN、F344、LE、WKY等。

02 远交系

远交系是指在一固定的群体内，以非近亲交配方式育成的动物品系，且连续15 代不从外部引入新的动物种群。

远交系不同于近交系，因为它们的基因是异质的，也就是某一动物的遗传结构是从这个远交系遗传基因库中随机抽取的，而不是已知的。不过，一个远交系群体中的所有动物都具有相同的群体特征，例如白化病。远交群具有良好的繁殖能力及与其他品系相比相对温和等优点;这些特征使得这些动物成为辅助生殖实验中代孕母鼠的优质候选动物。

远交系小鼠有ICR (CD-1)、CFW和NMRI(都是从Clara J. Lynch于1926年进口到美国的原始“Swiss”小鼠衍生而来)和(non-Swiss)CF-1。远交系大鼠有Sprague Dawley (SD)、Wistar (WI)和Long-Evans (LE)。

由于远交系在遗传上的多样性，通常基于评估预期的表型性状来做遗传质量控制，如基于商业繁育的大型群体通过基础数据分析动物的毛色、生长和繁殖特征等信息来完成遗传监控。由于远交系和人类群体一样是异质的，它们经常被用于毒理学和药理学研究。然而，也有遗传学家对这样的应用提出了质疑，并批评了一些研究不恰当地使用了远交系小鼠，在次优实验中浪费了动物的生命和宝贵的资源。

（二）其他标准化品系的小鼠和大鼠

杂交一代小鼠（F1）是由两个独立的近交系杂交产生的，在亲本系拥有不同等位基因的所有位点上都是杂合的。F1同窝仔鼠基因相同，具有组织相容性。

同源导入近交系（congenic inbred strain），也称近交同类系，是由两个品系杂交产生的:携带特定等位基因或染色体区域的供体品系和将接受该位点的受体品系进行杂交，产生的F1后代回交到受体品系，鉴定出携带该等位基因的后代，并再次回交到受体品系。通常这个过程需要重复10个或更多的连续代次(图1)。重复回交会让受体品系除了携带指定等位基因的染色体区域以外的染色体逐渐取代供体品系的染色体。

图1:建立同类系的步骤

第一步是在携带特定基因的供体品系(例如，白化品系)和受体品系或背景品系(例如，黑色品系)之间进行杂交。在每一代中，一个携带特定基因(*)的动物被回交给受体品系(遗传连接基因被转移，渗入片段的大小可以是数千或数百万个碱基，并包括许多基因)。灰色的程度增加表明每回交一代后后代的背景基因组数量增加。当修饰后的基因没有产生易于识别的表型(例如皮肤或行为改变)时，就需要通过分子生物学方法做基因分型鉴定，以选出合适的载体(杂合)小鼠。

遗传工程啮齿动物

通常有两种不同的方法来表征基因功能：

（1）正向遗传学(从表型到基因型)旨在描述导致特定突变表型的基因改变(通常来自自发或化学诱导突变)。

（2）反向遗传学，旨在通过分析通常由研究人员在DNA水平上设计的在表型水平上显现的后果来描述基因的功能。

本节简单介绍了几种获得GA啮齿动物的基本方法：

(a)显微注射法，(b)载体介导的转基因，(c)胚胎干细胞中的同源重组，(d)基因编辑核酸酶，以及(e)化学诱导或自发突变。这些制备技术都有详细描述并已经公开发表，因此本文不作详细描述。在使用基因编辑技术来创建转基因动物之前，首先应该检查已有的数据库来确定是否已经存在合适的动物模型，例如由杰克逊实验室和国际小鼠表型联盟管理的数据库。

（a）显微注射法转基因

首批显微注射转基因小鼠诞生于20世纪80年代初。是将改造后的目的基因或基因组片段用显微注射法注入供体小鼠的受精卵或着床前胚胎细胞，然后植入受体动物的输卵管或子宫中，使其发育成携带有外源基因的转基因动物。目前这种技术仍然被广泛使用。

该方法的整合位点是随机的，因此容易造成基因组重排、易位和缺失。还会出现多拷贝串联整合，并导致外源基因表达率低甚至不表达。

（b）载体介导的转基因

通过逆转录病毒/慢病毒载体将外源基因连接到长末端重复序列下游进行基因重组后，再包装成高滴度病毒颗粒，直接感染受精卵或显微注射到囊胚腔中，携带外源基因的反转录病毒DNA就可以整合到宿主染色体上了。

除了逆转录病毒载体，预处理过的携带外源基因的精子也被成功地用作载体，在受精过程中将外源基因导入动物胚胎，从而获得转基因后代。

每种技术都有其优缺点，例如，病毒载体只能导入较小的外源基因，而精子介导的转基因技术则可能影响精子自身的遗传物质质量。

（c）胚胎干细胞同源重组靶向诱变

胚胎干细胞介导法是通过将外源基因导入胚胎干细胞，然后将转入基因的胚胎干细胞注射入受体动物胚胎后，可参与宿主的胚胎构成，形成嵌合体，直至达到生殖系嵌合，并形成子代。

（d）使用核酸酶进行基因编辑

在过去十多年中，一些新的技术越来越广泛地应用于大小鼠和其他物种的靶向突变。例如锌指核酸酶技术、TALEN技术和CRISPR/Cas9技术等，特别是CRISPR/Cas9技术，利用sgRNA识别基因特定靶序列，介导Cas9酶定位并剪切基因。当同时加入同源重组模板时，即可达到基因导入的目的。CRISPR/Cas9技术已被用于基因敲入、敲除和点突变。该技术高度灵活、快速和高效，可以在任何遗传背景下制造KO和KI系。

然而，这项技术也需要进行广泛的基因序列分析和筛选，以确保存在所需要的序列，同时不存在非靶向突变或其他不可预测的更大的基因组改变。

（e）自发的和化学诱导的突变

自发突变可通过观察异常的表型发现，它有几个优点：首先它们的产生几乎不需要成本；第二，它们通常有明显的表型；第三，自发突变代表了各种各样的分子事件，如缺失、插入和点突变，不仅产生功能缺失的等位基因，还产生低形态和高形态的等位基因；最后，突变产生于各种背景，包括近交系和远交系。

经典的自发突变模型包括：裸鼠(Foxn1^nu )、scid(Prkdc^scid )、无毛小鼠(Hr^hr )、糖尿病小鼠(Lepr^db )、肥胖症小鼠(Lep^ob )和肌肉萎缩症小鼠(Dmd^mdx )以及Rowett裸大鼠(Foxn1^rnu )和Zucker糖尿病脂肪大鼠(Lepr^fa )等。

乙酰基亚硝基脲(ENU)可作为诱变剂应用于小鼠疾病模型的筛选。由于ENU通常产生点突变，它广泛应用于正向遗传筛选。ENU诱变的主要缺点是它产生的突变是随机的而不是靶向突变。

参考文献：

[1] Benavides F , T Rülicke,  Prins J B , et al. Genetic quality assurance and genetic monitoring of laboratory mice and rats: FELASA Working Group Report:[J]. Laboratory Animals, 2020, 54(2):135-148.